Making Whole Cell Extract of Saccharomyce

El 24 de agosto de 2005 se publicó el siguiente informe técnico titulado Making Whole Cell Extract of Saccharomyces cerevisiae cells using the Retsch MM301 Ball Molino. Cortesía del Staley Lab de la Universidad de Chicago

Preparación celular

Recoger 2 litros de células cultivadas hasta la fase logarítmica media o tardía girando a 6.000g durante 15 minutos. Lavar las células dos veces con tampón enfriado AGK. Estimar el volumen del sedimento celular y añadir 0,4 volúmenes de AGK enfriado. Revolver para hacer una suspensión celular espesa. Añadir cóctel inhibidor de proteasas hasta una concentración final de 1x. Añadir la suspensión gota a gota en una cónica de 50 ml que se llena de nitrógeno líquido, utilizando una pipeta o una jeringa equipada con una aguja. Dejar unos segundos entre gotas para que se congelen correctamente. Rellenar el nitrógeno líquido según sea necesario y recuerde pinchar el tapón varias veces con una aguja o explotará! Los pellets congelados se pueden almacenar a continuación a -80 °C hasta que se desee continuar.

Moler el extracto

Antes de hacer funcionar el Molino, llene los botes con un poco de agua (¡sin bola! Hacer funcionar los botes con la bola, pero sin una muestra sólida arruinará el bote) y haga funcionar el Molino a 30 Hz brevemente para asegurarse de que la junta tórica de teflón en el bote todavía está creando un sello efectivo. Si los botes tienen fugas, reemplace la junta tórica antes de continuar. Pre-enfríe los botes de Lijado de acero inoxidable y las bolas de Lijado en nitrógeno líquido. Use la bola de 25 mm o de 30 mm dependiendo de la cantidad de gránulos celulares, si el bote está demasiado lleno, la muestra no se molerá eficazmente. Típicamente, una cosecha de 2 L da como resultado un gránulo celular de aproximadamente 5 ml, más 2 ml de tampón AGK. Los 7 ml de suspensión celular congelada encajan cómodamente con la bola de 30 mm en el bote de Lijado de 50 ml (las células llenarán la mayor parte de la mitad inferior del bote, Fig. 1). Si solo se está moliendo una muestra, use el segundo bote vacío (sin una bola) como balanza.

Figure 1
Figure 2

Procesamiento de las células en polvo para el extracto de células enteras

Descongelar el polvo rápida y completamente (con agitación manual) en un baño de 25°-30° y luego colocarlo en hielo. Girar 17K 30 minutos en un rotor SS34 a 4°. Evitando el pellet y la Capa lipoproteica en la parte superior del tubo, transferir el sobrenadante a un tubo de ultracentrífuga. Girar a 100.000g durante 1 hora. Una vez más, evitando la Capa lipoproteica y el pellet, retirar la Capa media. Dializar dos veces en tubo con un corte de peso molecular de 10.000 durante 1,5 horas a 4°C contra 2 L de Tampón D (procedimiento revisado en Stevens y Abelson, 2002). Girar extracto a máxima velocidad en microcentrífuga a 4°C durante 5 minutos para eliminar sedimentos y precipitados. Tomar alícuotas y congelar sobrenadantes en nitrógeno líquido. Conservar a -80°C.

Figura 3. Los extractos obtenidos de células rotas por el Molino de Bolas Retsch MM301 son comparables a los obtenidos por células rotas por mortero y mano de mortero. La misma cepa de levadura se procesó en paralelo, con la única diferencia de que el método de ruptura celular. Las células se rompieron a mano con mortero y mano de mortero o mediante cinco ciclos de 3 minutos en el Molino de Bolas Retsch MM301 ajustados a 10, 20 o 30 Hz. A. La actividad del extracto de levadura se midió por la eficiencia del empalme de un sustrato de preARNm de actina transcrito in vitro (examinado por Stevens y Abelson, 2002). B. Se observó una dilución 1:10 de las células bajo un objetivo 100X inmediatamente después de la ruptura. Todas estas muestras celulares comenzaron aproximadamente a la misma concentración. La diferencia aparente en la abundancia celular en las muestras de 20 y 30 Hz en comparación con la muestra de 10 Hz se debe a la agregación de los desechos celulares.

Figure 3

Notas y parámetros críticos

  1. La actividad de corte y empalme de extractos hechos en paralelo de células rotas por mortero y mano versus el Molino de Bolas (a 10 Hz) tiene una actividad de corte y empalme comparable (Fig. 3A), lo que indica que el ARN, así como la proteína, permanecen intactos y activos después del procesamiento con el Molino de Bolas. El aumento de los ciclos de ruptura de 5 ciclos a 8 o 10 ciclos no aumentó la eficiencia del corte y empalme (datos no mostrados). La ruptura celular por el Molino de Bolas es más rápida, requiere menos mano de obra y es más reproducible que la ruptura celular por mortero y mano de obra.
  2. Los extractos hechos de células rotas a más de 10 Hz muestran una actividad de empalme reducida (Fig. 3A). Sin embargo, otros laboratorios de levaduras han reportado el uso del Molino de Bolas a 30 Hz para inmunoprecipitación (ver protocolo de Marcus Kalkum, disponible de Retsch). Es recomendable probar un rango de tiempos y velocidades de molienda para nuevas aplicaciones.
  3. Obsérvese que el extracto de la Fig. 3A hecho de células molidas a 20 Hz muestra una banda de ARNm más estrecha, lo que puede deberse a una actividad reducida de poli A en comparación con los otros extractos. Esta tendencia no se reprodujo en un ensayo comparable con una cepa diferente. Las diferencias observadas en los niveles de ARNm en la Fig. 3 sugieren que los variados métodos de ruptura celular pueden generar extractos con propiedades bioquímicas ligeramente diferentes.
  4. La ruptura de las células a 10 Hz es incompleta, pero parece comparable a la ruptura por mortero y mano de mortero (Fig. 3B). Si bien la mayoría de las células se rompen cuando se muelen a 30 Hz, el extracto hecho de estas células está inactivo. Los desechos de las células molidas a 30 Hz tienden a pegarse entre sí y pueden dar lugar a la peletización de complejos, como el spliceosoma. Por lo tanto, la molienda superior a 10 Hz puede no ser aconsejable para otros procedimientos.
  5. Al comparar extractos hechos de células rotas por mortero y mano versus el Molino de Bolas, vimos niveles comparables de proteína, como se ensayó por BioRad Protein Assay con un estándar de BSA, y niveles comparables de ARNsn espliceosómicos, como se ensayó por extensión del cebador (datos no mostrados).Encontramos que los extractos se comportaron de manera comparable cuando se agotaron y reconstituyeron para una proteína espliceosómica y un ARNsn espliceosómico (datos no mostrados).

Tampones y soluciones

Cóctel inhibidor de proteasa

  • AEBSF 100 mM
  • 100 ug/ml de leupeptina
  • 100 ug/ml de aprotinina
  • Benzamidina 100 mM

Tampón AGK

  • HEPES 10 mM pH 7,9
  • MgCl2 1,5 mM
  • KCl 200 mM
  • 10% vol/vol de glicerol
  • DTT 0,5 mM (añadido fresco antes de su uso)

Tampón D

  • HEPES 20 mM pH 7,9
  • EDTA 0,2 mM
  • KCI 50 mM
  • 20% vol/vol de glicerol
  • DTT 0,5 mM (añadido fresco antes de su uso)